Заражение лабораторных животных

Использование определенного вида лабораторных животных и метода заражения определяется целью и задачами исследования. Разработаны следующие способы введения исследуемого материала биологическим моделям: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутрибрюшинный, в переднюю камеру глаза, интратрахеальный, интраназальный, внутрикишечный, субокципитальный.

Некоторые методы заражения требуют предварительной подготовки животного. Так, при накожном и внутрикожном способах инокуляции материала удаляют волосяной покров в области брюшка или спины животного. Внутрикишечное и субокципитальное введение патогена проводят под наркозом.

Учитывая высокую степень риска инфицирования персонала лаборатории при интраназальном и интратрахеальном способах заражения, все манипуляции с животными проводят в боксах биологической безопасности. Особые требования по размещению, планировке, оборудованию, техническому обслуживанию и режиму работы предъявляют к аэрозольным лабораториям, проводящим ингаляционное заражение животных возбудителями I – II групп патогенности.

Наиболее часто в практических лабораториях используют беспородных белых мышей, морских свинок, хомячков и кроликов, применяя подкожный, накожный, внутрибрюшинный методы введения инфицированного материала, а также заражение в корень хвоста или вену.

В исследование берут только здоровых животных определенных массы тела и возраста.

Перед заражением животных рассаживают в банки или металлические ящики (кролики), на которые прикрепляют заранее заполненные этикетки. В этикетке указывают вид и вес животного, номер (по журналу регистрации биопроб), вид и количество (объем, доза) вводимого материала, метод инокуляции, дату заражения и фамилию экспериментатора.

Для обеспечения безопасных условий при заражении животных необходимо строго соблюдать специально разработанные методические приемы. Особые требования предъявляют к подбору шприцев.

Работа по заражению животных проводится в паре. Помощник распробковывает пробирку с исследуемым материалом и наклоняет ее таким образом, чтобы врач мог набрать необходимое количество. Чтобы исключить случайное выливание содержимого пробирки, желательно пользоваться пробиркой с углублением в верхней части стенки. Для того чтобы избежать попадания в шприц пузырьков воздуха, следует полностью погрузить иглу в жидкость срезом книзу и медленно продвигать поршень.

При необходимости удалить пузырек воздуха из шприца следует с помощью пинцета насадить на иглу стерильный ватный тампон упакованный в бумажный конверт, перевести шприц в вертикальное положение иглой вверх и осторожно его выдавить. После этого пинцетом снимают с иглы тампон, погружают его в дезинфектант, а пинцет – в стакан со спиртом. Более безопасный способ набора инфицированного материала из чашки Петри или ступки.

При заражении материалом, содержащим сравнительно крупные частицы (суспензии органов исследуемых животных и человека, членистоногих, пищевых продуктов и др.), его набирают в шприц через стерильные марлевые или ватные тампоны.

После того как материал набран в шприц, категорически запрещается прикасаться рукой к игле или месту соединения ее с цилиндром.

При необходимости освободить руки работающего после набора инокулята, шприц можно положить в чашку Петри, предварительно наколов на иглу стерильный ватный или марлевый тампон. При этом шприц должен лежать устойчиво и не касаться иглой и канюлей бортика чашки.

Все манипуляции, связанные с набором инфицированного материала из пробирки и заражением животных, проводят над кюветой (тазом) с дезинфицирующим раствором.

Шприц с инокулятом держат строго горизонтально между большим, средним и безымянным пальцами правой руки. Указательный палец, оставаясь свободным, не должен касаться (до момента заражения) поршня (рис.14).

 

Рис.14. Исходное положение шприца при

заражении лабораторных животных

 

Использованные шприцы обеззараживают кипячением или дезинфицирующим раствором. Чтобы исключить опасность разбрызгивания заразного материала при разборке шприца, следует придерживаться определенных правил. Остаток неиспользованного после заражения материала медленно выпускают в дезинфектант, погрузив иглу шприца в раствор. Затем, держа шприц иглой вниз, над емкостью (стерилизатор, кастрюля) с водой или дезраствором, осторожно пинцетом снимают иглу и опускают ее в жидкость. Наклоняют шприц канюлей вверх и пинцетом медленно вытягивают поршень и также погружают его в жидкость. После этого вводят одну браншу пинцета внутрь цилиндра и осторожно затапливают его.

Шприцы одноразового применения не разбирают, как указано выше набирают дезраствор, на иглу пинцетом надевают защитный колпачок, погружают до уровня канюли вдезраствор и заполняют его раствором из шприца, затем пинцетом погружают в емкость с дезраствором.

Если использовались шприцы с насадкой, вынимают только поршень, остальные детали разбирают после обеззараживания. Пинцет помещают в стакан со спиртом или дезинфицируют вместе со шприцами.

При подкожном методе заражения исследуемый материал (0,1-0,2 мл, максимально 0,5 мл – белой мышке, хомячку; 0,5-1,0 мл – морской свинке) вводят экспериментальной модели в область бедра. Помощник фиксирует животное (белая мышь, хомячок, морская свинка) руками или корнцангом (крыса) и подносит к экспериментатору в растянутом виде брюшком кверху. Если инокулюм вводят в правую лапку белой мыши или хомячка необходимо захватить правой рукой ушки и складку кожи в области затылка, а левой – хвост и задние лапки животного и наоборот (рис.15).

Рис.15. Подкожный (внутримышечный) метод Рис.16. Внутрибрюшинный метод заражения

заражения белой мыши морской свинки

 

При заражении крыс помощник фиксирует корнцангом кожу в области затылка животного, хвост и заднюю лапку прижимает рукой к корнцангу, а свободную заднюю лапку, в которую предполагается вводить материал, держит другой рукой.

Морских свинок берут рукой так, чтобы одна передняя лапка располагалась между большим и указательным, другая – между указательным и средним пальцами помощника. Фиксированные лапки отводят кзади. Задние лапки фиксируют между большим, указательным и средним пальцами другой руки помощника.

В момент заражения руки помощника должны располагаться в одной плоскости с животным, чтобы исключить возможные аварийные ситуации.

Заражающий над кюветой с дезинфектантом в правой руке держит шприц с исследуемым материалом, левой рукой с помощью анатомического пинцета спиртовым ватным тампоном протирает место инокуляции материала, оставляет тампон на руке помощника, этим же пинцетом слегка приподнимает кожу животного вверх и вводит иглу срезом кверху строго под кожу. Затем экспериментатор переносит пинцет на муфту иглы, чтобы зафиксировать ее на шприце, и медленно надавливает на поршень указательным пальцем. После введения материала необходимо сразу убрать указательный палец с поршня, пинцет - с канюли шприца и под прикрытием спиртового тампона вывести иглу из-под кожи. Используемый тампон опускают в дезраствор.

Заражающий набирает при помощи порошня в шприц дезинфицирующий раствор и погружает его в емкость с дезраствором. Помощник помещает животное в банку, которая должна стоять вблизи работающих. Не касаясь горлышка банки, животное головой вниз опускают в нее на глубину не более 5 – 6 см и освобождают сначала голову, а затем задние лапки.

Внутрибрюшинный метод заражения применяют с целью ускорения биологического исследования материала. В этом случае для биопробы можно брать только так называемый «чистый» материал (например, кровь).

Техника внутрибрюшинного метода заражения отличается от подкожного способом подачи животного. В момент непосредственного введения исследуемого материала лабораторное животное должно располагаться вертикально головой вниз. В этом положении кишечник смещается в сторону диафрагмы, что уменьшает возможность его повреждения в момент инъекции.

Мелких лабораторных животных помощник сразу подает головкой вниз, брюшком к экспериментатору. Заражающий обрабатывает место введения инокулята спиртовым тампоном, захватывает анатомическим пинцетом складку кожи вместе с брюшиной несколько выше проекции мочевого пузыря и вводит иглу, прокалывая кожу и брюшину одновременно.

При заражении морских свинок помощник располагает фиксированное животное сначала в горизонтальном положении брюшком вверх, а головкой к правой руке экспериментатора. Заражающий протирает нижнюю часть брюшка спиртовым тампоном, захватывает пинцетом складку кожи, отступая 0,5-0,8 см от белой линии живота в правую сторону по отношению к животному, приподнимает кожу и прокалывает ее. Затем фиксирует этим же пинцетом муфту иглы. В это время помощник осторожно переводит животное в вертикальное положение головой вниз, а заражающий следит за иглой, устанавливая ее перпендикулярно к брюшку животного. Затем экспериментатор колющим движением вводит иглу в полость брюшины. Последующие манипуляции не отличаются от выше указанных при подкожном методе заражения (рис. 16).

Накожный метод заражения применяют при исследовании материала, который содержит большое количество посторонней микрофлоры (загнивший труп грызуна, мокрота, содержимое кишечника, погадки птиц, земля и др.). Перед заражением кожу в области брюшка животного освобождают от волосяного покрова. У кроликов, морских свинок и крыс шерсть выстригают ножницами с закругленными концами. Для полного удаления волосяного покрова используют депилятор (за 2-3 дня до постановки опыта). Помощник крепко фиксирует животное и подает его в растянутом виде строго горизонтально, чтобы избежать стекания капель инфицированного материала с поверхности кожи в момент заражения. Заражающий обрабатывает эпилированный участок стерильным ватным тампоном, смоченным стерильной водой или физиологическим раствором, и скарифицирует лезвием скальпеля до появления капель крови кожу в области предполагаемого заражения. Затем заражающий с помощью пастеровской пипетки, скальпеля или пинцета наносит на кожу небольшое количество (2-3 капли или 0,5-1,0 г) исследуемого материала. Если необходимо заразить животное мокротой, используют ватный тампон, накрученный на деревянную палочку. При исследовании отдельных органов (грызуна, человека) вырезают небольшой кусочек, которым делают отпечатки на скарифицированной коже биопробного животного. После нанесения исследуемого материала следует тщательно втереть его в кожу тупой поверхностью скальпеля под прикрытием стеклянной воронки или крышки от чашки Петри. Воронку или чашку Петри, которые использовали в работе, сразу погружают в дезинфицирующий раствор.

Заражение в корень хвоста. При заражении этим методом используют белых мышей и белых крыс. Белых мышей помощник подает экспериментатору в горизонтальном положении спинкой вверх, оставляя не фиксированным хвост. Для заражения белых крыс необходимо иметь специальные металлические каркасы или банки с металлическими крышками, в средней части которых сделано небольшое отверстие для хвоста. В исключительных случаях животное можно фиксировать с помощью корнцанга. Исследуемый материал вводят животному в подкожную клетчатку в области корня хвоста.

Крыс и мышей можно заразить в боковую вену хвоста. Перед введением материала хвост животного смазывают ксилолом или толуолом, чтобы вызвать набухание вены. Для введения материала лучше пользоваться туберкулиновыми иглами.