Оценка времени адаптации микроорганизмов к среде

Рассмотрим некоторые формы адаптации организмов к окружающей среде. Самыми типичными примерами являются хорошо известные морфологические адаптации, проявляющиеся, в частности, в приспособлении к быстрому плаванию у водных животных, к выживанию в условиях высоких температур и дефицита влаги — у кактусов и иных суккулентов.

Наиболее широко распространенные в природе органические вещества и предопределяли направление эволюции биохимических процессов в микробном мире. Однако следует указать, что не все приспособительные реакции микроорганизмов, а особенно бактерий, наследственно закреплены и являются следствием эволюции. Многочисленные изменения биохимических свойств и даже некоторых физиологических особенностей являются обратимыми и, по-видимому, представляют собой модификации. Адаптивная изменчивость микрофлоры, так широко известная при очистке промышленных сточных вод, представляется явлением сложным, где, безусловно, приходится сталкиваться с проявлением различных категорий изменчивости микроорганизмов. Те формы адаптации, где приобретенное свойство закреплено наследственно, образуются в результате мутационной изменчивости и отбора мутантов средой. Часто встречаемая, легко обратимая изменчивость представляет собой модификации.

Непериодические факторы в местообитаниях организма в нормальных условиях не существуют. Они проявляются внезапно, поэтому организмы обычно не успевают к ним приспособиться. В эту группу входят некоторые климатические факторы, например шквальные ветры, грозы, а также пожары. Сюда же следует отнести все формы человеческой деятельности и действия хищных, паразитических и патогенных видов животных, т. е., согласно общепринятой терминологии, биотические факторы, за исключением взаимодействия между особями одного вида. Влияние хозяина на паразита следует отнести к вторичным периодическим факторам, так как среда, в которой оказывается паразит (хозяин), представляет собой нормальное его местообитание. Зато для хозяина паразит (или патогенный агент) не является необходимостью: это непериодический фактор, который не вызывает, как правило, никакой адаптации, кроме некоторых, сравнительно редких случаев (например, приобретенный иммунитет), когда число паразитов или патогенных организмов велико настолько, что они представляют собой постоянный элемент данного биоценоза.

Способность к индивидуальной климатической или пищевой адаптации зависит от расовой и макроэтнической принадлежности, от пола, возраста и общего физического здоровья. Но в большинстве случаев, относящихся к массам людей, приспособление к тому или иному климату, характеру питания и деятельности происходит не столько посредством функциональной адаптации, сколько за счет психологической мотивации, приспособительного поведения и технологии кондиционирования среды.

Период адаптации нитрификаторов при температуре 25- 30 С составляет примерно 2-3 недели.

На одногодичных отделениях нецелесообразно использовать строенные дни практики, особенно в первом полугодии, так как в этом случае учащиеся уже с первого месяца обучения, подвергаются массированному воздействию комплекса профессионально-производственных факторов без какого-либо периода адаптации к ним.

Инерционность действия экономических механизмов, связанная с периодом адаптации к ним, предопределяет важность предварительной оценки их эффективности. В основе такой предварительной оценки лежит прогноз поведения активных элементов системы в условиях заданной совокупности экономических механизмов. Достоверность и точность такого прогноза во многом определяется точностью описания системы мотивации элементов.

В фильтр вводят биогенные элементы в виде солей азота и фосфора и по мере образования биопленки постепенно добавляют сточные воды для увеличения концентрации загрязнений. Период адаптации микроорганизмов длится две-четыре недели. Для обеспечения жизнедеятельности микроорганизмов сточная вода, поступающая на фильтр, должна содержать не более 25 мг/л нефтепродуктов, не более 1 г/л растворенных солей.

Фильтрующим материалом служат шлак, щебень, керамзит, гравий, пластмасса (в виде колец Рашига, пластин, решеток и т.п.). Период адаптации микроорганизмов биофильтра к различным видам органических загрязнений сточных вод составляет 2-4 недели, для некоторых производственных сбросов он длится несколько месяцев.

При рассмотрении кривых на графике видно, что на протяжении первой фазы (начальная стационарная) не происходит заметных изменений ни в количестве бактерий, ни в изменении концентрации загрязнений. Это свидетельствует о том, что бактерии приспосабливаются к данному виду загрязнений. Период адаптации зависит от многих факторов, в том числе от вида бактерий, наличия определенных ферментов, соответствующих данным загрязнениям, температуре и другим факторам. Период адаптации может продолжаться до нескольких месяцев. Для ускорения ввода в действие очистных сооружений необходимо предварительно проводить посевы бактерий в данной сточной воде.

АДАПТАЦИЯ RuMP-АССИМИЛИРУЮЩЕГО ШТАММА ФАКУЛЬТАТИВНЫХ МЕТИЛОТРОФНЫХ БАКТЕРИЙ К ТЯЖЁЛОЙ ВОДЕ.

Разработан метод физиологической адаптации нового фенилаланин-продуцирующего RuMP штамма факультативных метилотрофных бактерий Brevibacterium methylicum к максимальным (98 об.%) концентрациям 2Н2О с целью последующего микробиологического синтеза 2Н-меченого фенилаланина. Метод заключается в последовательом рассеве штамма на агаризованных средах М9 с 2 об.% [U -2Н]MetOH со ступенчато возрастающим градиентом концентрации 2Н2O (от 0 до 98 об.% 2Н2О) и последующей селекцией колоний по признаку устойчивости к 2Н2О. В результате применения разработанного подхода для данного штамма метилотрофных бактерий на среде с 98 об.% 2H2О были отобраны отдельные колонии, сохранившие высокие ростовые и биосинтетические параметры. За счет использования адаптированного штамма можно получить 0.95 грамм 2Н-меченого фенилаланина с 1 литра ростовой среды. Показано, что наряду с фенилаланином штамм синтезирует и выделяет в ростовую среду в количестве 5-6 ммоль метаболически связанные с ним аминокислоты: аланин, валин и лейцин/изолейцин. Согласно данным метода масс-спектрометрии EI MS метиловых эфиров N-диметиламинонафталин-5-сульфонильных (Dns) производных аминокислот, 2Н-меченые аминокислоты, полученные микробиологическим синтезом представляли собой смеси молекул с различным количеством включенных атомов дейтерия; уровень дейтерированности молекул определяли из масс-спектров по наиболее распространенному пику молекулярного иона (M)+ каждой аминокислоты - для фенилаланина уровень дейтерированности составил 6; для аланина -3.1; для валина -4.7; для лейцина/изолейцина - 5.1 атома дейтерия.

Введение

В настоящее время микробиологический синтез 2Н-меченых аминокислот привлекает все большее внимание исследователей вследствие исключительно природной конфигурации синтезируемых соединений, возможностью униформного введения дейтериевой метки в молекулы аминокислот и их низкой стоимости по сравнению с химически синтезированными аналогами [1, 2]. Именно поэтому поиск новых штаммов-продуцентов 2Н-меченых аминокислот, устойчивых к высоким концентрациям дейтерия в ростовых средах для их дальнейшего микробиологического использования является актуальной задачей для современной микробиологической промышленности.

С развитием новых биотехнологических подходов появилась возможность использовать для направленного синтеза 2Н-меченых аминокислот биологическую конверсию [U- 2H]MetOH в клетках полученных за счет мутагенеза и генной инженерии штаммов метилотрофных бактерий, ассимилирующих MetOH в качестве источника углерода и энергии по рибулозомонофосфатному (RuMP) или сериновому пути ассимиляции углерода [3]. Продуктивность метилотрофных бактерий, измеренная по уровню конверсии MetOH в клеточные компоненты достигает 50%, что делает их удобными объектами для получения с их помощью 2Н-меченых аминокислот [4].

Традиционным подходом остаётся выращивание метилотрофных штаммов-продуцентов аминокислот на минеральных средах с [U- 2Н]MetOH и максимальными концентрациями тяжёлой воды (2Н2О) [5]. Однако подобные процессы пока не находят широкого применения в микробиологической промышленности, вследствие значительного негативного биостатического эффекта, оказываемого 75-80 об.% 2Н2О на рост многих метилотрофов [6], в то время как растительные клетки могут нормально развиваться при концентрациях не более 50 об.% 2H2О [7], а клетки животных не более 35 об.% 2H2О [8]. Как было показано нами раннее, частично снизить негативный биостатический эффект 2Н2О у метилотрофов позволяет предварительная клеточная адаптация к 2Н2О и последующее использование для микробиологического синтеза 2Н-меченых аминокислот адаптированных форм метилотрофных бактерий [9]. Явление клеточной адаптации к 2H2О интересно не только само по себе, но оно также позволяет получать уникальный биологический материал, несущий дейтериевую метку, очень удобный для разнопрофильных микробиологических исследований. В соответствиие с этим, целью настоящей работы было исследование процесса физиологической адаптации нового фенилаланин-продуцирующего RuMP штамма факультативных метилотрофных бактерий Brevibacterium methylicum к максимальным (98% об.) концентрациям 2Н2О в ростовой среде. Поскольку биосинтетический потенциал данного метилотрофного штамма при росте на 2Н2О к началу проведения работы был изучен недостаточно, представляло интерес исследование его способности к микробиологическому синтезу 2Н-меченого фенилаланина и других аминокислот в условиях максимально насыщенной дейтерием среды.

Объект исследования и методы

Объектом исследования служил полученный за счет мутагенеза нитрозогуанидином лейцинзависимый грам-положительный штамм RuMP факультативных метилотрофных бактерий Brevibacterium methylicum ВКПМ В 5652, продуцент фенилаланина [10]. Потребость штамма в лейцине составляет 10 мг/л. Родительский штамм был получен из Всероссийской коллекции промышленных микроорганизмов (ВКПМ) Государственного научно-исследовательского центра генетики и селекции промышленных микроорганизмов ГНИИГЕНЕТИКА.

Для приготовления ростовых сред и адаптации штамма использовали 2H2O (99.9 ат.% 2H) и [U- 2Н] MetOH (97.5 ат.% 2H), полученные из Российского научно-исследовательского центра ИЗОТОП (Санкт-Петербург, РФ). Для создания высокого градиента концентрации 2Н2О в ростовых средах использовали 2Н2О с атомным содержанием дейтерия 99.9%. Фосфатсодержащие соли были дважды перекристаллизованы в абсолютной 2Н2О перед их использованием и высушены в вакууме. Тем не менее, процент дейтерированности ростовых сред после стериллизации влажным паром, измеренный методом ЯМР был ниже на 8-10% изотопной чистоты исходной 2Н2О). По необходимости 2H2O очищали от вредных примесей, перегоняя её над перманганатом калия [11].

Выращивание штамма проводили в минеральной среде M9 [12], приготовленой на основе различных концентраций 2Н2О (см. таблицу) с добавками протонированного лейцина и [U-2H] MetOH при 370 С в колбах Эрленмейера вместимостью 250 мл с наполнением средой до 50 мл в условиях интенсивной аэрации по методике [13]. После 6-7 суток роста клетки отделяли центрифугированием (10000 об/мин, 20 мин). В культуральной жидкости анализировали секретируемые аминокислоты.

Адаптацию штамма к 2Н2О проводили на агаризованных средах М9 (2%-ный агар), содержащих ступенчато возрастающий градиент 2Н2О (от 0 вплоть до 98 об.% 2Н2О). При этом использовали последовательный рассев штамма до отдельных колоний и последующую селекцию колоний, выросших на средах со ступенчатом градиентом 2Н2О. Отобранный штамм хранили в 50%-ном растворе (в 2Н2О) глицерина при -140С.

Морфологию клеток исследовали с помощью интерференционно-поляризационного микроскопа МБР-5 (Венгрия).

Бактериальный рост оценивали по величине оптической плотности суспензии клеток, измеренной на спектрофотометре Beckman-DU6 (США) при 540 нм в кварцевой кювете с длиной оптического пути 10 мм.

Тонкослойную хроматографию (ТСХ) аминокислот проводили на пластинках Silufol UV-254 (Чехо-Словакия) в системе растворителей: изо-PrOH-аммиак, (7:3).

Секретируемый фенилаланин определяли на приборе Beckman DU-6 (США) при 540 нм в образцах культуральной жидкости, объёмом 10 мкл после ее обработки 0.1% раствором нингидрина в ацетоне.

Уровни включения дейтерия в молекулы аминокислот определяли методом масс-спектрометрии EI MS в виде метиловых эфиров N-Dns-производных аминокислот на приборе MB-80A (Hitachi, Япония) при ионизирующем напряжении 70эВ, используя прямую дериватизацию лиофилизированных культуральных жидкостей дансилхлоридом и диазометаном [14].

Результаты и обсуждение

Выращивание штамма на 2Н2О-содержащих средах.

Для выращивания штамма был выбран ступенчато-увеличивающийся градиент концентрации 2H2О в ростовых средах в присутствии 2 об.% [U -2H] MetOH, так как предпологалось, что постепенное привыкание клетки к 2Н2О будет оказывать благоприятный эффект на параметры роста и общее самочувствие культуры (таблица). Для компенсации ауксотрофности по лейцину эту аминокислоту добавляли в ростовую среду в протонированном виде в концентрации 10 мг/л.

Сначала исходный штамм выращивали на 2Н2О-содержащих средах без его предварительной адаптации к 2Н2О, для того чтобы определить его ростовые и биосинтетические параметры на этих средах. При росте исходного штамма на контрольной среде с обычной водой продолжительность лаг-фазы и время клеточной генерации составили 20 и 2.2 ч соответственно (таблица, опыт 1). В промежуточных экспериментах эти параметры изменялись пропорционально концентрации 2Н2О. В частности, продолжительность лаг-фазы и время клеточной генерации увеличивались, а рост и уровень накопления фенилаланина уменьшались, причем самые низкие значения были зафиксированы на максимально дейтерированной среде с 98 об.% 2Н2О. Так, в эксперименте (5), таблица, выход микробной биомассы был снижен в 3.3, а уровень накопления фенилаланина в ростовой среде в 2.7 раз по сравнению с контролем, поэтому было необходимо проводить адаптацию штамма к 2Н2О.

Клеточная адаптация к 2Н₂О.

Специальный подход по адаптации заключался в серии из четырех адаптационных пассажей исходной культуры на твёрдых агаризованных средах с 2 об.% [U-2H] MetOH с 0, 24.5, 49, 73.5 и 98 об.% 2Н2О. При этом отбирали отдельные колонии, выросшие на средах с низкими концентрациями 2Н2О. Затем их последовательно пересевали на среды с большей концентрацией 2Н2О, включая среду с 98 об.% 2H2О, проводя их параллельные контрольные рассевы на протонированной среде (степень выживаемости бактерий составила не более 40%).

За ходом адаптации следили по изменениям продолжительности лаг-фазы, времени клеточной генерации и выходов микробной биомассы, а также по максимальному уровню накопления фенилаланина в ростовой среде (рис. 1). Так, выход микробной биомассы, время клеточной генерации и уровень накопления фенилаланина в ростовой среде при росте адаптированного к 2Н2О штамма в 98 об.% 2Н2О изменяются по сравнению с контрольными условиями на 13,.. и 5%, т. е. незначительно (рис. 2, опыт 5).

Продолжительность времени генерации существенно не отличается от исходного штамма на тяжёлой воде.

 

Адаптированные к тяжёлой воде клетки сохранили способность синтезировать и экзогенно продуцировать фенилаланин в ростовую среду, который можно выделять в количестве 0.95 г/л.

Изучение продукции фенилаланина на 2Н2О-содержащих средах.

Во всех экспериментах не зависимо от присутствия 2Н2О в ростовой среде было зафиксировано увеличение продукции фенилаланина на ранней фазе экспоненциального роста, когда выход микробной биомассы был незначителен, в то время как на фазе позднего экспоненциального роста наблюдалось снижение уровня его накопления в ростовой среде.

Для того чтобы объяснить эффект снижения уровня накопления фенилаланина были высказаны возможные предположения о морфологической неоднородности микробной популяции, ингибировании биосинтеза фенилаланина конечным продуктом нарушении транспорта фенилаланина через клеточную мембрану.

Результаты по микроскопическому исследованию растущей популяции микроорганизмов показали, что данный характер динамики накопления фенилаланина не коррелировал с качественными изменениями клеточной морфологии на поздних стадиях роста, что служило подтверждением морфологической однородности микробной популяции. Скорее всего, накопленный экзогенно в процессе роста фенилаланин ингибировал ферменты собственного пути биосинтеза. Кроме того, не исключена возможность, что при выращивании без рН-статирования может происходить как обратное превращение секретируемого фенилаланина в интермедиаторные соединения его биосинтеза по пути шикимовой кислоты, так и спонтанная ассимиляция фенилаланина клеткой для обеспечения своих собственных метаболических потребностей, что отмечено в других работах [15, 16].

Эффект уменьшения уровня накопления фенилаланина наблюдался при росте как на протонированной, так и на среде с 98 об.% 2Н2О, что затрудняло его исследование (рис. 2).

Из-за того, что на среде с 98 об.% 2Н2О ухучшались все ростовые параметры, было сделано предположение, что уменьшение уровня накопления фенилаланина в ростовой среде относится не к изменению транспорта фенилаланина через клеточную мембрану, а к негативному биостатическому эффекту тяжёлой воды. Данные по исследованию культуральной жидкости методом ТСХ показали, что кроме фенилаланина данный штамм синтезирует и накапливает в ростовой среде незначительные количества (на уровне 5-6 ммоль) метаболически связанных с ним аминокислот (аланин, валин, лейцин/изолейцин), присутствие которых также подтверждалось анализом смеси метиловых эфиров N-DNS-производных аминокислот методом масс-спектрометрии EI MS.

Изучение уровней включения дейтерия в молекулы аминокислот.

В настоящей работе уровни включения дейтерия в молекулы аминокислот определяли методом масс-спектрометрии EI MS в виде метиловых эфиров N-Dns-производных аминокислот, за счет сопоставления молекулярных масс протонированных и 2Н-меченых производных аминокислот.

Полученные микробиологическим синтезом 2Н-меченые аминокислоты представляли собой смеси изотопнозамещённых форм молекул, различающихся количеством атомов водорода, замещённых на дейтерий. Вследствие этого эффекта пики молекулярных ионов метиловых эфиров N-Dns-аминокислот в масс-спектрах были полиморфно расщеплены на кластеры за счет примеси молекул с отношениями m/z, больше или меньше детектируемых прибором величин (М)+ с различным вкладом в суммарный уровень дейтерированности.

Подсчет уровня дейтерированности молекул аминокислот проводили по величине самого интенсивного пика молекулярного иона (М)+, зарегистрированного самим масс-спектрометром; для фенилаланина - шесть (М+ при m/z 418 вместо М+ при m/z 412 для протонированного метилового эфира N-Dns-фенилаланина), для аланина -3.1 (М+ при m/z 339.5 вместо М+ при m/z 336.4), для валина -4.7 (М+ при m/z 369.2 вместо М+ при m/z 364.5), для лейцина/изолейцина -5.1 атома дейтерия (М+ при m/z 383.6 вместо М+ при m/z 378.5).

В качестве примера на рисунках 4-5 приведен масс-спектр смеси метиловых эфиров N-Dns-производных аминокислот полученных со среды с 73.5 и 98 об.% 2Н2О.

Масс-спектр метиловых эфиров аминокислот культуральной жидкости при выращивании в водной среде представлен на рисунке 4 и 5.

Таким образом, общее количество дейтерия в молекуле фенилаланина составило 75%, аланине -77.5%, валине -58.8%, лейцине/изолейцине 51%.

Уровни дейтерированности 2Н-меченых аминокислот семейства лейцина должны быть ниже остальных вследствие того что лейцин добавляли в ростовую среду в протонированном виде, что подтвердилось экспериментальными данными (см. выше). В то же время биосинтез фенилаланина был косвенно связан с ауксотрофностью по лейцину, поэтому дейтеривая метка в молекуле самого фенилаланина также была несколько разбавлена.

Полученные данные в целом подтверждают устойчивое представление о том, что адаптация к тяжёлой воде является фенотипическим явлением, поскольку адаптированные клетки возвращались к нормальному росту и биосинтезу фенилаланина в протонированных средах после некоторого лаг-периода. В то же время эффект обратимости роста на 2H2O/Н2O- средах теоретически не исключает возможности того, что этот признак стабильно сохраняется при росте в Н2О, но маскируется при переносе клеток на дейтерированную среду.

В общих чертах, при переносе клетки в дейтерированную среду она не только постепенно теряет обычную воду за счет насыщения внутриклеточной среды 2H2О, но и происходит очень быстрый изотопный (1Н-2H)-обмен в гидроксильных, карбоксильных, сульфгидрильных и аминогруппах всех биологических макромолекул, включая нуклеиновые кислоты и полипептиды. Затем в процессе роста клетки дейтерий включается в углеродные скелеты макромолекул, образуя связи типа С-2H [17].

В связи с тем, что физико-химические параметры С-2Н связи существенно отличаются от ее протонированного прототипа [18], можно предположить, что клетка реализует лабильные адаптивные механизмы, которые способствуют стабилизации работы макромолекулярных компонентов жизненно-важных систем, которые подверглись дейтерированию. Также не исключено, что положительные эффекты, наблюдаемые при адаптации к 2H2О связаны с образованием в 2H2O конформаций 2Н-меченых макромолекул с иными структурно-динамическими свойствами, чем конформаций, образованных с участием водорода, и поэтому имеющих другую активность и биологические свойства, подходящие для работы в тяжёлой воде. С другой точки зрения пространственная структура 2Н-меченых макромолекул в тяжёлой воде может стабилизироваться за счет вторичного изотопного эффекта дейтерия и действия 2H2О как растворителя (большая структурированность, плотность и вязкость по сравнению с обычной водой) [19].

Суммируя полученные для изученного штамма данные, можно сделать вывод об адаптивной стабилизации посредством постепенного привыкания к тяжёлой воде и как следствие этого улучшения ростовых и биосинтетических параметров. Выбор метилотрофных бактерий в качестве модельных объектов для данных исследований представляется наиболее целесообразным, так как метилотрофы как организмы, реализующие RuMP и сериновый пути ассимиляции MetOH, эволюционно просты и достаточно лабильны в генетическом аспекте и тем самым быстрее реагируют и приспосабливаются к изменчивым факторам среды. В настоящее время аналогичные подходы по адаптации других штаммов метилотрофных бактерий к тяжёлой воде изучаются.