Растительная клетка как осмотическая

Методические указания

к лабораторным занятиям по физиологии растений для студентов II курса ЛХФ, обучающихся по направлению 656200 – Лесное хозяйство и ландшафтное строительство

 

 

Брянск 2010

Государственное образовательное учреждение

высшего профессионального образования

«БРЯНСКАЯ ГОСУДАРСТВЕННАЯ

ИНЖЕНЕРНО-ТЕХНОЛОГИЧЕСКАЯ АКАДЕМИЯ»

 

Кафедра садово-паркового и ландшафтного строительства

 

 

Утверждены научно-методическим

советом БГИТА, протокол №_ 9___

от «17» __ декабря ____ 2010 года

 

 

 

Методические указания

к лабораторным занятиям по физиологии растений для студентов II курса ЛХФ, обучающихся по направлению 656200 – Лесное хозяйство и ландшафтное строительство

 

Брянск 2010

 

УДК 581.1 (072)

 

 

Методические указания к лабораторным занятиям по физиологии растений для студентов II курса ЛХФ, обучающихся по направлению 656200 – Лесное хозяйство и ландшафтное строительство / Брянск. гос. инж.-технол. акад. Сост.: Глазун И.Н., Адамович И.Ю.– Брянск: БГИТА, 2010. – 5 с.

 

 

Рассмотрены основные методы исследований физиологических процессы растений, изучаемые по дисциплине «Физиологии растений».

 

Рецензент: Кистерный Г.А. - к.с.-х.н., доцент кафедры лесоучтройства, защиты леса и охотоведения БГИТА

 

Рекомендованы редакционно-издательской и методической комиссиями лесохозяйственного факультета БГИТА

 

Протокол № 14 от 22 декабря 2010 г.

 

СОДЕРЖАНИЕ

 

		Стр.
1. 1.1. 1.2. 2. 2.1. 2.2. 2.3.   3. 3.1.   3.2. 4. 4.1.   4.2. 5. 5.1. 5.2. 5.3.   5.4.   6. 6.1. 6.2. 6.3. 6.4. 7. 7.1. 7.2. 7.3. 7.4.   8. 8.1. 9. 9.1.   9.2.	Введение Растительная клетка как осмотическая система Молекулярный уровень организации жизни Физиология растительной клетки Водный режим Водообмен побега Водопроводимость древесины Изучение состояния устьиц при различных внешних условиях методом инфильтрации Усвоение растениями углерода Изучение физико-химических и оптических свойств пигментов Изучение фотосинтеза (образование крахмала на свету) Дыхание растений Определение интенсивности дыхания разных частей растений Определение дыхательного коэффициента Минеральное питание растений Определение содержания золы в разных частях растений Микрохимический анализ золы Знакомство с расчетами методикой закладки вегетационныхопытов Определение степени микоризности древесных растений с эктомикоризами Роль микроорганизмов в питании растений Изучение жизни микробов под микроскопом Влияние внешних условий на жизнедеятельность микробов Изучение аммонификации белковых веществ Изучение нитрификации Превращения веществ Анализ запасных веществ Определение вторичных метаболитов Обнаружение фермента амилазы в прорастающих семенах. Влияние температуры на скорость ферментных реакций Рост растений Изучение периодичности роста Устойчивость растений Превращение запасных веществ в побегах растений в зимний период Определение жаростойкости Рекомендуемая литература

ВВЕДЕНИЕ

 

Методические указания предназначены для проведения лабораторного практикума и имеет своей целью закрепить и развить знания студентов, приобретенные на лекциях и в процессе самостоятельной работы над соответствующей литературой, овладеть методами исследования физиологических процессов, приобрести навыки в анализе полученных результатов и формулировании выводов.

Они окажут несомненную помощь в самостоятельной работе студентов после краткого объяснения преподавателя. В них использован многолетний опыт преподавания курса коллективом кафедры, включены новые лабораторные работы.

Каждая лабораторная работа представляет небольшую учебно-исследовательскую тему, рассчитана на 1-2 занятия и выполняется 2-3 студентами. При постановке длительных работ на первом занятии студенты осуществляют закладку опыта, а затем, в течение недели, во внеурочное время, производят наблюдения, фиксируют результаты. На следующем занятии опыт заканчивается и составляется отчет.

Лабораторные работы оформляются в тетради в виде отчета, где указывается тема, название работы, краткая методика, результаты, анализ, выводы, а также ответы на поставленные контрольные вопросы.

Методические указания включают 34 работы, рассчитанные на 54 часа лабораторных занятий.

 

 

РАСТИТЕЛЬНАЯ КЛЕТКА КАК ОСМОТИЧЕСКАЯ

СИСТЕМА

Молекулярный уровень организации живого

Организация живой материи начинается с молекулярного уровня. Этот уровень характеризуется наличием молекул различных веществ и их взаимодействием, в результате которого происходит объединение в агрегаты (комплексы). При этом система приобретает новые свойства и переходит на более высокий организационный уровень.

 

Свойства дисперсных систем

 

Дисперсные системы – системы, где одно вещество равномерно распределено в сплошной массе другого (дисперсность- раздробленность). Раздробленное вещество называют дисперсной фазой, а среду, в которой оно распределено – дисперсионной средой.

Свойства дисперсных систем зависят от степени раздробленности вещества (величины частиц дисперсной фазы).

 

Различают:

1. Грубодисперсные системы (частицы больше 10^-7м). Они неустойчивые, неоднородные, непрозрачные (мутные).

2. Коллоидные системы (частицы 10^-7-10^-9м) – относительно устойчивые, прозрачные. Им свойственны явления коагуляции и адсорбции, эффект Тиндаля.

3. Истинные растворы (молекулярно-ионные системы) имеют величину частиц меньше 10^-9м – устойчивые, однородные, прозрачные (частицы меньше 2´10^-7м не отражают видимый свет).

Величину частиц дисперсной фазы можно определить путем фильтрования. Так, через бумажный фильтр не проходят частицы больше 10^-6м, а через органические перепонки – больше 10^-9м, частицы больше 10^-5м оседают на дно под действием силы тяжести.

Цель работы. Ознакомиться со свойствами дисперсных систем.

Материалы и оборудование: 1. Промытый речной песок. 2. Ультрамарин. 3. Генциановый фиолетовый. 4. Растительное масло. 5. 10% раствор едкого натрия. 6. Калий марганцовокислый. 7. Бумажные фильтры. 8. Воронки. 9. Мешочки из коллоида. 10. Дистиллированная вода. 11. Штатив с пробирками (8 шт.). 12. Стаканы с водой (2 шт.). 13. Нитки.

Порядок работы

1. В пробирку с дистиллированной водой насыпать промытого речного песка. Пробирку встряхнуть и поставить в штатив.

2. В пробирку с дистиллированной водой добавить несколько капель раствора едкого натрия и растительного масла. Тщательно взболтать.

3. В пробирку с дистиллированной водой добавить небольшое количество ультрамарина. Пробирку встряхнуть и поставить в штатив, часть раствора профильтровать через бумажный фильтр.

4. В пробирку с дистиллированной водой насыпать небольшое количество генцианового фиолетового, взболтать. Часть раствора профильтровать через бумажный фильтр, часть – налить в коллодийный мешочек, завязать ниткой и опустить в стакан с дистиллированной водой

5. В пробирку с дистиллированной водой насыпать небольшое количество марганцовокислого калия, взболтать. Часть раствора профильтровать через бумажный фильтр, часть – налить в коллодийный мешочек, завязать ниткой и опустить в стакан с дистиллированной водой.

6. По каждой системе отметить прозрачность, наличие осадка, через какие фильтры проходят частицы, указать к какой дисперсной системе относится. Результаты записать в таблицу 1.

7. Ответить на следующие вопросы:

а) Как можно определить коллоидный «раствор» от грубодисперсного и истинного (молекулярно-ионного)?

б) Какие системы прозрачные? Почему?

в) Какие дисперсные системы стали основой жизненных систем?

 

Таблица 1- Характеристика дисперсных систем

 

№№ п/п	Состав системы	Отличительные признаки	К какой дисперсной системе относится
Дисперсная фаза	Дисперсионная среда	Устойчивость, наличие осадка	Прозрачность	Проходимость частиц через
бумажные фильтры	органические перепонки

 

 

Явление адсорбции

 

Увеличение концентрации растворенного вещества на поверхности твердых частиц называется поверхностным поглощением или адсорбцией. Адсорбция играет важную роль в жизнедеятельности растительной клетки: в структурных образованиях и обмене веществ.

Цель работы. Ознакомиться с явлением адсорбции. Выяснить возможности раздельной адсорбции и использование ее для разделения различных веществ.

Материалы и оборудование: 1. 1% раствор метиленовой синьки. 2. 1% раствор фуксина кислого. 3. Полоски белой фильтрованной бумаги шириной 1,0 - 1,5 см. 4. Бюксы(3 шт.). 5. Дистиллированная вода. 6. Пипетки на 10 мл.

Работа основана на способности фильтрованной бумаги поглощать воду и растворенные в ней вещества.

Порядок работы

1. Налить в 2 бюкса по 5 мл дистиллированной воды.

2. В один из них добавить раствор метиленовой синьки. Метиленовая синька C₁₆H₁₈N₃SCl является основным красителем, так как ее молекула может диссоциировать на положительно заряженный ион, представляющий основную часть молекулы C ₁₆H ₁₈N₃S⁺,и анион Cl^- (хлора). В раствор опустить полоску фильтрованной бумаги.

3. Во второй бюкс с водой добавить 3-6 капель раствора фуксина кислого. Фуксин кислый Na₂C₁₉H₁₅O₉N₃S₃ является кислым красителем, так как при диссоциации дает два катиона натрия (2Na⁺) и отрицательно заряженный ион, представляющий основную часть молекулы C₁₉H₁₅O₉N₃S^2-. В раствор опустить полоску фильтрованной бумаги.

4. Слить в один бюкс растворы красителей, опустить в смесь красителей полоску фильтрованной бумаги (фильтрованная бумага заряжена отрицательно).

5. Записать, что происходит при погружении полосок фильтровальной бумаги в раствор метиленовой синьки, в раствор фуксина кислого, в смесь красителей. Отметить высоту поднятия воды, метиленовой синьки, кислого фуксина (сделать рисунок). Объясните, почему они поднимаются на разную высоту. Какое явление вы наблюдаете? Сделать выводы.

6. Ответить на следующие вопросы:

а) Почему наблюдается различная адсорбция?

б) Чем обусловлено явление адсорбции?

в) В каких дисперсных системах не наблюдается явление адсорбции, почему?

Явление коагуляции

 

Коагуляция – укрупнение и объединение частиц, одно из явлений, наблюдаемое в коллоидных системах (растворах). Мицеллы (частички дисперсной фазы) несут одноименные электрические заряды. Поэтому они в коллоидном растворе отталкиваются друг от друга и находятся во взвешенном состоянии. Устойчивость коллоидных определяется зарядом частиц. Если величина заряда слишком мала и силы взаимного притяжения превосходят ее, то происходит соединение частиц, и частицы укрупняются.

Цель работы. Познакомиться с явлением коагуляции, выявить факторы, влияющие на коагуляцию.

Материалы и оборудование: 1. Настой крепкого чая. 2. Концентрированная лимонная кислота. 3. Яичный белок. 4. Насыщенный раствор уксуснокислого свинца. 5. Спиртовая вытяжка хлорофилла. 6. Дистиллированная вода. 7. Пробирки (7 шт.). 8. Держалки для пробирок. 9. Штатив для пробирок. 10. Электроплитки или спиртовки.

Порядок работы

1. В две пробирки налить настой крепкого чая, в одну из них добавить несколько капель лимонной кислоты.

2. В три пробирки налить раствора яичного белка. В одну из них добавить несколько капель раствора уксуснокислого свинца, другую подогреть, третью – оставить как контрольную.

3. В две пробирки налить спиртовую вытяжку хлорофилла. В одну из них добавить по каплям дистиллированную воду.

4. Отметить изменение окраски, появление мутности в растворе, выпадение осадка. Указать причины, которые вызывают данное явление. Сделать выводы, под влиянием каких условий происходит укрупнение частиц.

5. Ответьте на следующие вопросы:

а) Какие факторы вызывают коагуляцию?

б) Почему явление коагуляции не происходит в молекулярно-ионных системах?

в) Какие коллоидные системы обладают обратимой коагуляцией?

 

 

Мертвой цитоплазмы.

Растительная клетка состоит из твердой клеточной оболочки, протопласта (цитоплазмы с ядром и другими органоидами) и вакуоли, заполненной клеточным соком. Оболочка клетки имеет поры до 10 нм, через которые свободно проходят многие вещества. Цитоплазматические мембраны (плазмолемма и тонопласт) обладают свойством полупроницаемости: легко пропускают воду, газы и не пропускают или пропускают с трудом другие вещества, растворенные в воде.

Полупроницаемость обусловлена особым белково-липоидным строением мембран. При нарушении структуры это их свойство теряется.

Цель работы. Установить, как меняется проницаемость цитоплазмы под воздействием разных факторов.

Материалы и оборудование: 1. Корнеплод красной свеклы. 2. Скальпель. 3. Пробирки (5 шт.). 4. Спиртовка или электроплитка.5. Держалки. 6. Лезвия технические. 7. Предметные и покровные стекла. 8. Стеклянные палочки. 9. Кристаллизатор с водой. 10. Хлороформ. 11. 50% раствор этилового спирта. 12. 30% уксусная кислота. 13. Микроскоп.

Порядок работы

1. Из очищенного корнеплода красной свеклы нарезать кубики с длиной грани в 1 см. Кубики промыть водой и поместить в 5 пробирок.

2. В одну пробирку налить 50% этилового спирта (1/2 объема), во вторую – уксусной кислоты, в третью – воды и добавить 3-5 капель хлороформа. В оставшиеся две – дистиллированной воды. Записать время.

3. Одну из пробирок с водой прокипятить 1-2 минуты, воду слить и залить кубики холодной водой. Записать время.

4. Наблюдать в течение 1 часа за изменением окраски жидкости в пробирках. Записать время. Результаты окрашивания жидкости занести в таблицу 2.

 

Таблица 2 - Влияние разных условий на проницаемость цитоплазмы

 

Варианты опыта	Скорость окрашивания жидкости
1. Вода комнатной температуры
2. Действие высокой температуры (кипячение)
3. Действие наркотиков (хлороформ)
4. Действие ядов:
уксусная кислота
этиловый спирт

 

5. Вытащить кусочки свеклы, изготовить тонкие срезы и рассмотреть их под микроскопом. Записать обнаруженные изменения.

6. Сделать выводы о проницаемости живой и мертвой цитоплазмы, о влиянии высокой температуры, наркотиков и ядов на проницаемость мембран цитоплазмы.

7. Ответить на следующие вопросы:

а) Пропускает ли живая цитоплазма клеточный сок?

б) Как влияет на проницаемость цитоплазмы кипячение и ядовитые вещества?

в) Чем можно объяснить различия скорости окрашивания жидкости?

 

Порядок работы

1. Срезать бритвой кусочки эпидермиса листьев мха и элодеи.

2. Поместить срезы (листья) на предметное стекло в каплю воды, накрыть покровным стеклом.

3. Рассмотреть срезы под микроскопом.

4. Удалить лишнюю воду кусочком фильтровальной бумаги. Стеклянной палочкой под покровное стекло ввести каплю раствора сахарозы или хлористого натрия. Повторить несколько раз.

5. При малом увеличении микроскопа проследить. Что происходит в клетках в течение 5 минут.

6. Зарисовать клетки при насыщении их водой и при разной форме плазмолиза (уголковой, вогнутой, выпуклой).

7. Ввести под покровное стекло 2-3 капли воды, отсасывая раствор фильтровальной бумагой.

8. Сразу же рассмотреть под микроскопом. Обратить внимание на скорость процесса деплазмолиза и сравнить со скоростью плазмолиза. Наблюдать в течение 10 минут.

9. Сделать свежий срез (или взять новые листья), поместить на предметное стекло в каплю 50% раствора серной кислоты, накрыть покровным стеклом. Обратить внимание на изменения, происходящие в клетке.

10. Ввести под покровное стекло 2-3 капли воды, отсасывая серную кислоту фильтровальной бумагой. Повторить несколько раз. А затем ввести каплю плазмолитика (сахарозы или хлористого натрия) и рассмотреть под микроскопом. Установить, наблюдается ли плазмолиз или нет.

11. Записать результаты. Объяснить причину явлений.

12. Ответить на следующие вопросы:

а) Почему клетку считают осмотической системой?

б) Почему проходят плазмолиз и деплазмолиз?

в) Наблюдается ли плазмолиз у мертвых клеток?

г) Почему сильные кислоты не вызывают плазмолиза?

 

Плазмолитическим методом

 

Осмотическое давление – один из физиологических показателей водного режима. От его величины зависит поступление воды в клетку. Осмотическое давление соответствует гидростатическому давлению, которое развивает раствор, “всасывая” воду через полупроницаемую перепонку. Его величина зависит от концентрации раствора и абсолютной температуры.

Осмотическое давление растворов веществ, диссоциирующих на ионы, больше, чем неэлектролитов. Грамм-молярные растворы последних имеют одинаковую величину осмотического давления.

Цель работы. Ознакомиться с методом определения осмотического давления. Сравнить величину осмотического давления разных объектов.

Материалы и оборудование: 1. Луковица синего лука. 2. Листья мха мниума, элодеи, традесканции. 3. Микроскопы. 4. Предметные и покровные стекла. 5. Препаровальные иглы. 6. Лезвия бритвы. 7. Чашки Петри или бюксы (7 шт.) 8. Молярные растворы хлористого натрия или сахарозы в колбе. 9. Бумага для этикеток. 10. Пипетки на 5 или 10 мл. 11. Дистиллированная вода в колбе.

Плазмолитический метод основан на подборе раствора, концентрация которого равна концентрации клеточного сока (изотоническая). Находят её по степени плазмолиза. Изотонический раствор будет находиться между раствором, вызывающий начальный плазмолиз, и более слабым, не вызывающим его.

По изотонической концентрации и температуре рассчитывают осмотическое давление по уравнению Р=RTCi,

где Р - осмотическое давление МПа (мегапаскаль=10⁶Па=9,87 атм);

R - универсальная газовая постоянная равная 0,00831 кДж/град-моль;

Т - абсолютная температура, ⁰К (Т=t_комн.(⁰С)+273);

С - изотоническая концентрация раствора, моль/л;

i – изотонический коэффициент, показывающий соотношение частиц (молекул и ионов). Он равен 1+a(n-1), где α – степень диссоциации, n – число ионов, на которое диссоциирует молекула.

 

Таблица 3- Значение изотонического коэффициента для хлористого натрия

 

Концентрация, моль/л	1.0	0.8	0.7	0.6	0.5	0.4	0.3	0.2	0.1	0.05	0.01
Изотонический коэффициент	1.62	1.64	1.66	1.68	1.70	1.73	1.75	1.78	1.83	1.88	1.93

 

Объектами изучения могут служить листья древесных растений (сирени, тополя, липы). Срезы предварительно помещают в раствор нейтрального красного на 10 минут для окрашивания клеточного сока (раствор нейтрального красного 1:5000).

Порядок работы

1. Пользуясь молярным раствором, приготовить рабочие растворы хлористого натрия следующих концентраций: 0,7; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2; 0,1; 0,05м. Предварительно необходимо составить таблицу 4 по следующей схеме.

 

Таблица 4 - Необходимое количество молярного раствора и воды для приготовления рабочих растворов

 

Концентрация рабочих растворов, моль/л	Количество в мл
0,1 М раствора хлористого натрия	Воды

 

2. Приготовить срезы кожицы или листья и поместить их вначале в кипяченую воду, а затем перенести в растворы (начиная с большой концентрации) по два среза на 20 минут. Срезы должны быть погруженными в растворы.

3. Вытащить срезы, поместить на предметное стекло в том же растворе, прикрыть покровным стеклом и рассмотреть под микроскопом.

Записать результаты в таблицу 5.

 

Таблица 5 - Зависимость степени плазмолиза от концентрации растворов

 

Концентрация раствора, моль/л	Изотонический коэффициент	Степень плазмолиза
Лук	Мох	Элодея

 

4. Установить два соседних раствора: первый, в котором отставание цитоплазмы было едва заметно, и второй, в котором плазмолиз отсутствует. Между ними будет находиться раствор с изотонической концентрацией (соответствующий концентрации клеточного сока).

5. Рассчитать по изотонической концентрации и температуре величину осмотического давления, пользуясь формулой.

6. Сделать выводы о зависимости степени плазмолиза от концентрации наружного раствора, а также о величине осмотического давления у разных видов растений.

7. Ответить на следующие вопросы:

а) Может ли осмотическое давление клеточного сока равняться нулю?

б) Каким путем растение может регулировать (изменять) величину осмотического давления?

в) Зависит ли осмотическое давление в клетках от условий произрастания растений?

 

Порядок работы

1. Приготовить по 20 мл растворов хлористого натрия следующих концентраций: 1.0; 0.8; 0.6; 0.4; 0.2; 0.05 М, пользуясь молярным раствором.

2. Из мякоти изучаемых объектов вырезать пластинку толщиной 2 – 4 мм и длиной не менее 40 мм, разрезать пластинку на полоски по числу приготовленных растворов.

3. Измерить длину полосок с точностью до 0,5 мм.

4. Поместить их по одной в каждый раствор, начиная с большой концентрации, через одинаковые промежутки времени (3 – 5 мин.). Они должны быть полностью погружены в раствор.

5. Через 30 минут полоски ткани вынуть и измерить их длину. Записать результаты в таблицу 6.

 

Таблица 6 - Длина полосок ткани в растворах разных концентраций

 

№ п/п	Объекты изучения	Показатели	Концентрация растворов в молях
1,0	0,8	0,6	0,4	0,2	0,05
1.		Изотонический коэффициент	1,62	1,64	1,68	1,73	1,78	1,88
		Длина полосок, мм:
		в начале
		через 30 минут
		разность по длине

 

6. Найти изотоническую концентрацию (при которой длина полосок не меняется).

7. Вычислить величину осмотического давления растворов, в которых не изменились размеры объектов, пользуясь формулой из предыдущей работы.

Величена осмотического давления раствора в этом случае будет соответствовать величине сосущей силы клеток:

P = S = RTCi.

8. Сравнить результаты по разным объектам. Сделать выводы.

9. Ответить на следующие вопросы:

а) Что такое сосущая сила клеток? От чего она зависит?

б) Каково значение сосущей силы клеток в жизненных процессах?

в) Какие физиологические показатели можно использовать для характеристики обеспеченности растения водой?

 

ВОДНЫЙ РЕЖИМ РАСТЕНИЙ

 

Водный режим растений включает процессы поступления, передвижения и расхода воды. Вода поступает в растения в результате работы двух двигателей водного тока: нагнетающего действия корней и присасывающего действия транспирации листьев. Последнее передается корням в форме гидростатического напряжения, связывающего работу обоих двигателей.

Водообмен побега

Водный баланс растения определяется соотношением поглощения и выделения воды. Для того, чтобы водообмен проходил без дефицита, поступление воды не должно превышать расход.

Цель работы. Изучить особенности трех основных процессов: поступление воды в растение, передвижение воды по проводящим тканям и транспирацию.

Материалы и оборудование: 1. Побеги хвойных и лиственных растений (срезанные ветки могут храниться не более трех суток в холодном месте). 2. Банки на 100 – 200 мл. 3. Раствор эозина (0,002 – 0,003 %). 4. Корковые или бумажные пробки. 5. Парафин. 6. Кристаллизатор. 7. Скальпель. 8. Секатор. 9. Весы технические с разновесами. 10. Бумага и клей для этикеток. 11. Электроплитка. 12. Кипяченая вода.

Растения (побег) помещают в банку с определенным количеством воды. Через некоторое время по потере массы определяют количество транспирированной воды, а по убыли в банке жидкости вычисляют количество поглощенной воды. Для определения путей движения воды в нее добавляют небольшое количество краски (эозина), которая окрашивает ткани.

Работа рассчитана на два занятия. На первом осуществляется постановка, на втором – учет и анализ результатов. Каждой бригаде дается индивидуальное задание. При этом берут разные виды растений, помещают приборы в различные условия освещенности и температуры, выбирают разные варианты для изучения направления передвижения воды (ветка в перевернутом положении, со снятыми полосками коры над уровнем жидкости, а также разными надрезами древесины).

Порядок работы

Закладка опыта

 

1. Выбрать побег и вариант опыта.

2. Отмерить мерным цилиндром 200 или 100 мл (в зависимости от объема сосуда) подкрашенной эозином воды и налить в банку.

3. Вставить ветку в бумажную или корковую пробку так, чтобы нижний конец не доходил до дна банки на 1 – 2 см.

4. Обновить срез ветки под водой в кристаллизаторе с кипяченой водой. Секатором резать наискось, отступив на 2 – 4 см от конца. Продержать конец под водой 1 – 2 минуты. Не намочить транспирирующей части! У сосны очистить нижний конец ветви от хвои до мутовки или на 10–12 см.

5. Вставить побег в банку, заткнуть пробку плотнее (можно обернуть ватой), покрыть вату и пробку тонким слоем расплавленного парафина.

6. Написать и приклеить этикетку, указать группу, фамилии членов бригады, время закладки.

7. Взвесить всю установку с точностью до 0,1 г. Записать вес на этикетку и в тетрадь.

8. Для определения интенсивности испарения с открытой водной поверхности налить стакан воды, приклеить этикетку и взвесить его. Записать в тетрадь.

9. Для учета испарения через пробирку можно поставить контрольную банку с подкрашенной водой, закрытой, залитой парафином пробкой, но без побега. Взвесить ее.

10. Для изучения динамики транспирации в течение недели ежедневно (или через день) взвешивать установку и стакан с водой.

Вести запись об изменениях (понижение уровня, ослизнение поверхности среза, распускание и набухание почек, подсыхание и опадение хвои).

 

Учет опыта

 

1. Осмотреть установку. Отметить замеченные особенности. Записать дату и время учета, определить продолжительность опыта (часов, суток).

2. Определить потерю воды через пробку, для чего взвесить контрольные колбы и найти разницу между начальной и конечной массой (п).

3. Определить количество транспирированной воды (Т). Взвесить установку, найти разность между начальной (М₁) и конечной массой (М₂) и ввести поправку на потерю воды через пробку (Т = (М₁-М₂) - п).

4. Определить количество поглощенной веткой воды за время опыта. Вынуть побег с пробкой, измерить мерным цилиндром количество оставшейся в банке воды (А₂) и по разности определить количество поглощенной воды (А = А₁-А₂).

5. Определить транспирирующую поверхность. Побеги лиственных пород разбить на участки равномерной толщины, измерить длину каждого участка и окружность на середине (полоской миллиметровой бумаги). Перемножив длину на окружность, получим поверхность участков, а сложив их поверхность, получим поверхность побега (S = S₁+S₂+S₃ …)

Для определения поверхности хвои, ее взвешивают и умножают на переводной коэффициент (поверхность 1 г хвои сосны – 33 см²). При этом поверхностью самого стебля можно пренебречь.

Для более точного определения переводной коэффициент находят следующим образом: берут 20 хвоинок, взвешивают на торзионных весах и измеряют длину их. По данным Н. В. Лобанова, поверхность хвои равна: для сосны 2,16, для ели 1,41, для лиственницы 2,76 (1– суммарная длина 20 хвоинок).

Поверхность почек (если они крупные) определяют по формуле поверхности конуса (1/3 высоты умноженная на окружность основания).

Путем сложения получают суммарную испаряющую поверхность

S = S_стебля + S_почек + S_{листьев} .

6. Вычислить интенсивность транспирации по формуле

И_тр= Т х 10000 / S х B (г/м² · час). Записать данные в таблицу 7.

 

Таблица 7 - Интенсивность транспирации

 

Вид растения, вариант опыта	Количество воды, г		Транспирирующая поверхность, см^2 (S)	Интенсивность транспирации, г/м^2час (Итр)
Поглощенной (А)	Транспирированной (Т)

 

7. Сделать поперечные и продольные срезы стеблей скальпелем. Зарисовать части, окрашенные эозином. Определить высоту поднятия краски по ветке в процентах к общей длине побега.

8. Определить интенсивность испарения с открытой водной поверхности. Для этого:

Взвесить стакан с водой, найти количество испаренной воды за время опыта (И). Определить испаряющую поверхность, для чего измерить диаметр водной поверхности стакана S = πr².

Интенсивность испарения (И_ис.) рассчитать по формуле:

 

И · 10000

И_исп.= ¾¾¾¾¾,

S · В

где И_исп.- интенсивность испарения, г/м²час;

И - количество испаренной воды, г;

S - испаряющая поверхность стакана, см²;

В - продолжительность опытов, часов.

9. Сравнить данные таблицы по разным видам растений и вариантам. Отметить путь движения воды по растению.

10. Ответить на следующие вопросы:

а) Совпадает ли количество поглощенной и транспирированной воды, если нет, то как это объяснить?

б) По какой части стебля движется водный ток?

в) У каких растений выше транспирация, чем объясняется различие?

 

Водопроводимость древесины

 

Вода в растении движется по древесине, основными элементами которой являются у голосеменных трахеиды длиной 1 – 5 мм, у покрытосеменных – трахеиды и сосуды, имеющие длину от 10 см до нескольких метров. У молодых стеблей все сосуды и трахеиды участвуют в проведении воды, у многолетних – лишь наружные годичные кольца древесины. Поэтому водопроводимость или скорость водного тока (количество воды, проходящей через единицу поперечного сечения древесины в единицу времени) различная.

Цель работы. Ознакомиться со скоростью передвижения воды по побегу разных видов.

Скорость водного тока определяют на тех же объектах, что и в предыдущей работе, и используют ее данные.

Материалы и оборудование: 1. Штангенциркуль или счетная лупа. 2. Скальпель.

Порядок работы

1. Записать продолжительность опыта (суток), отметить состояние побега, рассчитать среднее количество прошедшей через побег воды (М).

где: Т – среднее количество транспирированной воды (г);

А – среднее количество всосанной воды(г).

2. Определить площадь поперечного сечения древесины. Для чего измерить диаметр побега без коры и диаметр сердцевины, и вычислить площадь по формуле Q = π (R² - r ²)

3. Рассчитать скорость водного тока (W)

 

где Q – площадь поперечного сечения древесины, см² ;

В – продолжительность опыта (суток);

М – среднее количество воды, прошедшее через древесину, г.

4. Результаты записать в таблицу 8.

 

Таблица 8 - Водопроводимость древесины

 

Вид растения

Количество воды, прошедшее через побег, мл (М)

Продолжительность опыта, суток (В)

Площадь поперечного сечения древесины побега, см^2 (Q)

Скорость водного тока. мл / см^2 сутки

 

5. Сравнить данные о скорости водного тока разных растений. Сделать выводы.

6. Ответить на следующие вопросы:

а) Чем объяснить различную скорость передвижения воды хвойных и лиственных растений?

б) Зависит ли водопроводимость от толщины ствола?

в) Зависит ли водопроводимость от работы двигателей водного тока?

Порядок работы

1. На нижнюю поверхность листа нанести мелкие капли жидкостей. Лист держать горизонтально до исчезновения капель.

2. Рассмотреть листья на просвет и выявить, какие жидкости проникают в межклетники.

3. Записать результаты в таблицу 9, обозначая проникновение знаком «плюс», не проникновение – знаком «минус».

 

Таблица 9 - Состояние устьиц

Объекты изучения	Варианты опытов	Проникновение веществ	Состояние устьиц
Петролейный эфир	Ксилол	Этиловый спирт

 

4. Сравнить результаты. Сделать выводы.

5. Ответить на следующие вопросы:

а) Под влиянием каких условий меняется степень открытия устьиц?

б) Почему на движение устьиц влияет свет?

 

 

Порядок работы

Отделение ксантофиллов

1. Налить в пробирку 2-3 мл спиртовой вытяжки пигментов.

2. Прилить 4-6 мл бензина (в два раза больше, чем спиртовой вытяжки). Добавить 2-3 капли воды (чтобы спирт не смешивался с бензином).

3. Закрыть пробирку пальцем. Сильно встряхнуть несколько раз. Поставить пробирку в штатив и дать жидкости отстояться.

4. Жидкость в пробирке разделится на два слоя: верхний – бензиновый и нижний – спиртовой. Если нижний слой сохраняет зеленоватую окраску, добавить 1-2 капли воды и вновь встряхнуть. При помутнении нижнего слоя добавить немного спирта.

5. Записать, в какой цвет окрасится бензиновый и спиртовой слои. Объяснить почему. Сделать выводы.

 

Отделение каротиноидов

Для отделения каротиноидов необходимо осуществить омыление спиртового раствора пигментов (обработать его 20% раствором щелочи), что приведет к отщеплению остатков метилового спирта и фитола.

6. Налить в пробирку 2-3 мл спиртовой вытяжки пигментов.

7. Добавить двойное количество бензина, 1-2 капли воды, 4-5 капель едкой щелочи. Встряхнуть и поставить в штатив.

8. Жидкость разделится на два слоя: верхний – бензиновый, нижний – спиртовой. Но при этом окраска изменится. Под действием щелочи образуются спирты и калийная или натриевая соль хлорофиллина (соль хлорофиллиновой кислоты), которая сохраняет зеленую окраску, но отличается большой гидрофильностью, не растворима в бензине и перемещается в спиртовой слой.